Découverte
| Paramètre | Valeur |
|---|---|
| Date de publication | 28 juin 2012 (Science, vol. 337, p. 816–821) |
| Chercheuses principales | Jennifer Doudna (UC Berkeley) et Emmanuelle Charpentier (Umeå, Suède) |
| Organisme modèle | Streptococcus pyogenes (bactérie streptocoque du groupe A) |
| Protéine effectrice | Cas9 (1 368 acides aminés, 158 kDa) |
| Longueur de l'ARN guide | 20 nucléotides (crRNA) + tracrRNA (~80 nt), fusionnés en sgRNA de ~100 nt |
| Séquence PAM requise | 5'-NGG-3' (protospacer adjacent motif) |
| Précision de coupure | Double brin, 3 pb en amont du PAM |
| Prix Nobel | Chimie 2020 (Doudna et Charpentier) |
Explication technique
1. Reconnaissance de la cible — L'ARN guide simple chimère (sgRNA) forme un complexe avec Cas9. Le complexe scanne l'ADN double brin en cherchant une séquence PAM (5'-NGG-3'). Quand le PAM est trouvé, Cas9 sépare localement les deux brins et l'ARN guide s'hybride par complémentarité Watson-Crick avec les 20 nucléotides adjacents au PAM. Si la complémentarité est suffisante (≤3 mésappariements tolérés en région distale), Cas9 active sa conformation catalytique.
2. Coupure double brin — Cas9 possède deux domaines nucléase : RuvC coupe le brin non complémentaire, HNH coupe le brin complémentaire. La coupure produit des extrémités franches (blunt ends) 3 paires de bases en amont du PAM. Le résultat : une cassure double brin (DSB) ciblée dans le génome.
3. Réparation cellulaire et édition — La cellule répare la cassure par deux voies : le NHEJ (Non-Homologous End Joining), qui introduit des insertions/délétions aléatoires (indels) et inactive le gène ciblé (knock-out), ou le HDR (Homology-Directed Repair), qui utilise un patron d'ADN fourni par le chercheur pour insérer une séquence précise (knock-in). Le ratio NHEJ:HDR est typiquement 9:1 dans les cellules mammifères.
4. Livraison — Le complexe sgRNA + Cas9 est délivré sous forme de plasmide, d'ARNm + sgRNA synthétique, ou de ribonucléoprotéine (RNP) pré-assemblée. La méthode RNP est préférée en thérapie : Cas9 est active pendant 24–48 h puis dégradée, limitant les effets hors cible.
Pourquoi ça a fonctionné
Les nucléases à doigts de zinc (ZFN, 1996) et TALEN (2011) permettaient déjà l'édition génomique, mais chaque nouvelle cible nécessitait l'ingénierie d'une nouvelle protéine — un travail de 6 à 12 mois et 5 000–25 000 .CRISPR−Cas9remplacel′ingeˊnierieproteˊiqueparunsimplechangementde20nucleˊotidesdansunARNsyntheˊtisableen48hpour75. Ce passage de la complexité protéique à la simplicité de l'appariement ADN-ARN rend l'édition génomique accessible à n'importe quel laboratoire de biologie moléculaire du monde.
Chaîne causale
Yoshizumi Ishino identifie les séquences CRISPR chez E. coli (1987) → Mojica les retrouve chez les archées (1993) → Bolotin identifie Cas9 (2005) → Barrangou prouve la fonction immunitaire adaptative (2007, Science) → Doudna et Charpentier reprogramment Cas9 in vitro (2012) → Zhang l'applique aux cellules humaines (2013) → première thérapie CRISPR approuvée : Casgevy contre la drépanocytose (MHRA, 15 novembre 2023)
Anecdote
Le mot « CRISPR » a été inventé en 2002 par Francisco Mojica et Ruud Jansen dans une correspondance par email. Mojica avait d'abord proposé « SRSR » (Short Regularly Spaced Repeats), mais Jansen trouvait l'acronyme imprononçable. CRISPR (Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats) est resté, bien que les répétitions ne soient pas toujours palindromiques.
Sources
Références vérifiées lors de l'audit factuel d'août 2026 : ce sont les pages
contre lesquelles les affirmations de ce bulletin ont été confrontées.